1年生の検査機器総論でアガロースゲル電気泳動を行いました。
電気泳動槽へアガロースゲルと泳動バッファーを入れます。
サンプル溝へサンプルを5μLアプライします。
アガロースゲルは泳動バッファーに沈んでいます。
マイクロピペットを使って静かにサンプルを入れましょう。
手が震えないように肘をついて固定するとやりやすいです。
今回は100Vで泳動します。
サンプルは泳動バッファー中でマイナスに荷電しています。
電気を流すとプラス側へ移動します。
しばらくすると、分離してきました。
アガロースゲルの網目構造を分子が移動していきます。
移動度により分子を分離することができます。
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臨床検査技術学科2年生が臨床化学実習の中で、PCR法とアガロースゲル電気泳動を行いました。
1日目はλファージのDNAを鋳型としてPCR法によりDNAを増幅しました。
2日目はアガロースゲル電気泳動により増幅したDNA断片を分離します。
サンプルをアガロースゲルへアプライするのは初めてなので、
デモンストレーションに使ったゲルで練習してから。
手が震えないように固定するとやりやすいです。
Aクラスに続き、Bクラスの学生達の真剣な表情を集めてみました。
上手にアプライ出来ていたようです。
マイクロピペットの取扱い方を見直すきっかけになるといいですね。
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みなさん、こんにちは。
仕事の学び場２日目は細菌のコロニー観察とグラム染色に続き、アガロースゲル電気泳動を経験しました。
マイクロピペットを使って、マイクロチューブから電気泳動をするサンプルを分取します。
それをゲルのウェルにアプライします。
班のみんながアプライできたら、いよいよ電気泳動スタートです。
充填用バッファーに含まれている色素の動きから、少しずつ泳動されているのがわかります。
みなさん、上手にアプライできていました。
器用ですね。(パチパチ・・・拍手！)
参加された高校生のみなさん、バイオテクノロジーに関する実習を
２日間経験していただきましたが、いかがだったでしょうか？
一人ひとりに何かプラスになったことが少しでもあったのなら、幸いです。
２日間、ご参加いただき、ありがとうございました。
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１年生の検査機器総論で電気泳動法を行いました。
電気泳動は分離分析法の一つで、溶液に直流電圧をかけた際、
イオンが反対電荷をもつ極に向かって泳動する現象を利用した方法です。
その物質の電荷や分子の大きさ、形状などに応じて移動します。
支持体にはアガロースゲル、ポリアクリルアミドゲル、セルロースアセテート膜などが用いられます。
電気泳動法はタンパク質、核酸、ペプチド、アミノ酸など各種の生体成分の分離分析に利用されています。
今回はアガロースゲル電気泳動を行いました。
電気泳動用bufferを泳動槽へアガロースゲルが沈むまで注ぎます。
マイクロピペットの使い方を確認します。
１段目まで押して溶液を吸います。
出すときは２段目まで静かに押します。
サンプルを５マイクロリットル測り取ります。
マイクロチューブを持って、チップの先端を見ながら操作します。
手がぶれないように押さえて。
狙いを定めてアガロースゲルのサンプル溝へアプライします。
サンプル溝を貫通しないようにね。
サンプルは泳動用buffer中でマイナスに荷電するため、プラスへ移動します。
矢印の方向へ移動していきます。
サンプル溶液は無色透明でどこまで移動したのかわかるように
ローディングバッファーと混ぜて泳動します。
ローディングバッファーには移動の目安となる着色用の色素とサンプルの比重を
大きくするためのグリセリンが入っています。
アガロースゲルは網目構造になっていて、
分子の大きさが小さいほうが早く移動できます(移動距離が長くなる)。
左(紫)の色素の方が右(青)の色素よりも移動距離が長いので小さい分子ということになります。
マイクロピペットを使用した細かい作業でしたが上手にサンプルを入れられたようです。
これからも、何度も行いますよ!(^^)!
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みなさん、こんにちは。
きのうバイオ通信でお届けした「アガロースゲル電気泳動」のブログと同じ内容で、違う人がその内容を書いてみました。
視点や表現の違いという観点から見ていただくと、また違った面白さがあるかもしれません。
ご覧ください。
１年生の「検査機器総論」の授業で、電気泳動の際に行われるアプライを体験しました。
アプライは、ゲルに開いた穴であるウェルにローディングバッファーと混ぜた試料やマーカーを入れることです。
ゲルを使った電気泳動には、アガロースゲル電気泳動やポリアクリルアミドゲル電気泳動などがありますが、必要に応じてそれを使い分けます。
今回はアガロースゲルを使って、試料のアプライを体験しました。
アプライは簡単に見えますが、基本をしっかり知っていて行わないとゲルを傷つけたり、スマイリングの原因になったり、適切な試料量をアプライできないなど、電気泳動がしっかりできない原因となります。
アプライが終わったら、フタを閉めて電気泳動をスタート！
電気泳動は、遺伝子検査などでは普通に行われるものです。
バイオの分野だけでなく、獣医療の分野でも利用されているものです。
しっかり理解できたかな！？
※ウェルは、ローディングバッファーと混ぜた試料やマーカーを入れる穴
※ローディングバッファーには、試料やマーカーを沈みやすくする役割をする比重が大きいグリセロールやフィコールが、電気泳動の進行具合を確認するためにキシレンシアノールやブロムフェノールブルーなどの色素が含まれていて、アプライ前にこのローディングバッファーと試料を混ぜてアプライします。
※スマイリングは、電気泳動のバンド［ゲルの分子ふるい効果により分離されたDNAやタンパク質がそれぞれの大きさ（密度）により分離されたもの］は通常はまっすぐのマイナス（－）のように見えますが、笑ったときの口のように∪（スマイル）、湾曲してしまうことをいいます。
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臨床検査技術学科2年生の臨床化学実習でＰＣＲ法の実習を行いました。
λファージのＤＮＡを三種類のプライマーを使用してサイズの違うＤＮＡ断片を増幅します。
増幅後、アガロースゲル電気泳動により増幅できているのかを確認します。
サンプルをアガロースゲルへアプライします。手がぶれないようにしっかりと固定して行います。
班員に見守られながら。
初めての作業なので緊張気味です。
サンプルは少量(5μL)なので、確実に取ります。
泳動を開始する前に陽極、陰極の向き、電圧を確認してからスタートします。
増幅出来ました(^o^)
細かい作業でしたがみんな上手でした！
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１年生の検査機器総論で電気泳動を行いました。
今回はミニゲル電気泳動槽を使って、DNAを分離します。
サンプル溝へDNA溶液をアプライします。
手が震えないように固定して。
DNA溶液は充填用bufferと混ぜてあるのでサンプル溝へはゆっくりと沈んでいきます。
マイクロピペットの使い方も慣れてきたようですね。
泳動が終わったらアガロースゲルをエチジウムブロミドで染色。
UVトランスイルミネーター上で観察すると。。。
いろいろなサイズにDNAが分離されました。
（上）サンプル溝側がマイナス極、(下)がプラス極です。
DNAは電気泳動用buffer中でマイナスに荷電しているのでプラス極の方へ移動します。
アガロースゲルは網目構造をしていてDNAの大きさによって移動する距離に違いが出てきます。
写真では上の方(大きいサイズ)から下の方(小さいサイズ)へと大きさ順に分離されます。
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